Com a crescente demanda por implantes de titânio osseointegrados para substituir dentes perdidos, muitas vezes em pacientes com uma história de periodontite, infecções relacionadas com implantes tornaram-se uma questão de crescente preocupação. são urgentemente necessários métodos inovadores para tratar e prevenir infecções associadas aos implantes. O objetivo deste estudo foi investigar se diferentes propriedades de pH, atmosfera ea superfície poderia restringir a adesão bacteriana a superfícies de titânio usados em implantes dentários.
Métodos
discos de titânio com superfície usinada ou anodizado (TiUnite ™) foram incubadas com um co-cultura de Streptococcus mitis
e Actinomyces oris
(colonizadores iniciais de superfícies orais) a pH 5,0, 7,0 e 9,0 em atmosfera aeróbia ou anaeróbia. A adesão foi analisada pela contagem de unidades formadoras de colônia (UFC) sobre ágar e por microscopia confocal de varrimento laser (CLSM).
Resultados
A análise CFU mostrou que um pH de 5,0 foi encontrada para diminuir significativamente a adesão de S. mitis,
e uma atmosfera aeróbia, a adesão de A. oris
. S. mitis
foi encontrado em significativamente menos quantidades na superfície anodizada do que a superfície usinada, enquanto A. oris
foi encontrado em quantidades iguais em ambas as superfícies. A análise CLSM confirmou os resultados do UFC contar e forneceu informações adicionais sobre como as duas espécies comensais orais aderidos às superfícies:., Principalmente em aglomerados dispersos orientados com os bosques da superfície usinada e os poros da superfície anodizado
Conclusões
adesão bacteriana por S. mitis Comprar e A. oris
pode ser restringido por pH ácido e atmosfera aeróbia. A superfície anodizada reduziu a adesão de S. mitis
em comparação com a superfície maquinada; enquanto A. oris
aderiu igualmente bem para os poros da superfície anodizado e para as ranhuras da superfície maquinada. É difícil de transferir estes resultados directamente para uma situação clínica. No entanto, vale a pena investigar esses achados de uma perspectiva in vitro, bem como clinicamente, para ganhar mais conhecimento do pH ácido efeitos e atmosfera aeróbia ter sobre a adesão bacteriana inicial.
Palavras-chave
implantes dentários adesão bacteriana Peri doença -implant microscopia confocal de varrimento laser material suplementar Electrónicas | a versão online deste artigo (doi:. 10 1186 /1472-6831-13-4) contém material suplementar, que está disponível para usuários autorizados
. Background
Avanços na implantologia dentária durante os últimos 20 anos tornaram possível para fornecer um maior número de pacientes com implantes dentários osseointegrados com sucesso. [1, 2]. No entanto, com a mudança de tratamento, principalmente, pacientes totalmente desdentados aos pacientes que faltam um ou alguns dentes, muitas vezes devido a periodontite, infecções bacterianas relacionadas com implantes tornaram-se uma questão de crescente preocupação [3-5]. As bactérias que colonizam as bolsas periodontais podem se espalhar para o tecido peri-implante e parte implante exposta, e pode dar início a uma resposta inflamatória no tecido peri-implantar [6]. Uma inflamação no tecido mole em torno do implante pode perturbar a ligação estanque entre a mucosa e o pilar do implante. Isto irá permitir a adesão bacteriana à superfície lisa do pilar e, se exposta, para a superfície rugosa do implante [7, 8]. Se não for tratado com sucesso, a inflamação pode levar a degradação do osso de suporte de implante, resultando em perda do implante. O tratamento da doença hoje peri-implante muitas vezes inclui a limpeza mecânica completa da superfície do implante eo uso de antibióticos sistêmicos, no entanto, não há garantia de êxito [9, 10].
A adesão inicial de bactérias para implante exposto partes irá ser influenciada por variações no ambiente oral. O pH e o nível de oxigénio na cavidade oral variam dependendo de um número de factores, incluindo a ingestão de alimentos, saúde oral e localização na boca, isto é, a superfície do dente exposta ar em relação ao bolso gengival privados de oxigénio. [11]. bactérias orais, tais como Streptococcus mitis Comprar e Actinomyces oris
(antigamente naeslundii
genótipo II), são normalmente encontrados na margem exposta ao ar do sulco gengival, e são continuamente liberadas pela saliva com um pH neutro de 7. no entanto, com o aumento da carga bacteriana no ambiente local torna-se mais ácido como resultado da produção de bactérias de ácido láctico [12]. Além disso, a inflamação nos tecidos moles em torno-implante leva ao aumento da produção do ligeiramente alcalino gengival fenda fluido [13], e um aprofundamento da bolsa peri-implante [10, 14]. Com o aprofundamento da bolsa gengival, a saturação de oxigênio do fluido fenda diminui [15]. Muitos dos estudos relatados na literatura têm sido focados sobre o efeito da acidificação na cárie causando Streptococcus mutans
[16, 17], e a sua adesão à hidroxiapatite, uma biocerâmica semelhante ao componente mineral de osso e dentes [18]. Um pH ácido de 4,5 foi mostrado para reduzir a aderência de S. mutans
a hidroxiapatite, enquanto que um pH de 6,0 foi reportado ter um efeito similar sobre a capacidade de A. oris
a aderir [19] . No entanto, nenhuma investigação prolongada foi conduzida sobre o efeito da acidificação em adesão bacteriana à superfície dos implantes de titânio e pilares, nem tem o efeito de pH alcalino sobre a adesão bacteriana foi exaustivamente investigado, embora muitas soluções de irrigação antimicrobiana e géis têm um pH alcalino [20, 21]. Além disso, a maioria das investigações foram realizadas utilizando uma monocultura. Considerando a complexidade da comunidade microbiana da cavidade oral, a utilização de duas bactérias numa co-cultura poderiam fornecer informação adicional importante.
A fim de evitar infecções relacionadas com implantes e para melhorar as opções de tratamento, mais conhecimento sobre bacteriana aderência às superfícies de implantes, por exemplo, a influência das propriedades de superfície e as condições ambientais, é crucial. O objetivo deste estudo foi investigar o efeito do pH 5,0, pH 7,0 e 9,0, em combinação com atmosfera aeróbia ou anaeróbia, sobre a adesão bacteriana inicial de uma co-cultura de S. mitis Comprar e A. oris
a ambas as superfícies de titânio usinadas e anodizado; e para analisar se as características da superfície do implante afecta a adesão bacteriana inicial. S. mitis Comprar e A. oris Quais são os anaeróbios facultativos que podem sobreviver em um ambiente aeróbio, embora eles têm um potencial de crescimento maior em condições anaeróbicas. A nossa hipótese é, por conseguinte, que a adesão bacteriana é restrito por um ambiente aeróbico e por tanto pH ácido e alcalino. Além disso, enquanto as superfícies ásperas geralmente facilitar a aderência bacteriana, a superfície anodizada tem uma camada de óxido de titânio, principalmente consistente da fase cristalina anatase, que é conhecido por ter propriedades anti-microbianas [22, 23]. Assim, a hipótese ainda que menos bactérias devem aderir à superfície anodizada do que a superfície de titânio usinadas.
Métodos
discos de titânio
discos de titânio comercialmente puro (diâmetro de 15 mm) com qualquer um usinado ou anodizado foram utilizadas (TiUnite ™) de superfície (ver Figura 1). Os discos com superfície maquinada tinha uma espessura de 1,0 mm e os discos com superfície anodizada tinha uma espessura de 1,7 mm. Todos os discos foram produzidos, limpo, esterilizado e entregue em etanol pela Nobel Biocare AB. A rugosidade média da superfície (S
a) dos discos foi medida a Nobel Biocare AB após a produção, através de uma área de 88 x 76 ^ M por microscopia de interferência usando o software de mapeamento superfície MapView EX e um passa-alto Gaussian 50 × 50 mm filtro. O S um valor de (± desvio padrão) foi encontrado como sendo de 0,48 ± 0,04 mm para a superfície maquinada e 1,26 ± 0,09 ^ M para a superfície de anodizado, correspondendo a valores apresentados na literatura para implantes equivalentes [24, 25]. O S um valor foi obtido através do cálculo da média aritmética dos valores absolutos dos desvios de superfície medida a partir do plano médio dentro da área de amostragem [26]. O filtro gaussiano foi aplicado a fim de separar a rugosidade da ondulação e da forma da superfície [25]. O S a foi medido por, pelo menos, 2 locais por triplicado de cada superfície. Figura microscopia eletrônica de 1 de varredura (MEV) imagens de (A) e anodizado (b) de titânio superfícies usinadas, fornecidos pela Nobel Biocare AB. A superfície usinada é relativamente suave com a orientação distinta das irregularidades da superfície (anisotrópicos), enquanto a superfície anodizada é áspera com uma estrutura homogênea (isotrópico).
Preparação de inóculo of the primeiros colonizadores S. mitis
(CCUG 27741) e A. oris
(CCUG 33517), originalmente derivada de placa dentária humana (Culture Collection, da Universidade de Gotemburgo, Suécia), foram cultivadas em placas de agar de sangue de cavalo. culturas nocturnas das duas bactérias foram incubadas separadamente durante 19 horas em meio de infusão de cérebro e coração (BHI), 37 gl -1 (Disco Laboratories, Detroit, Michigan, EUA) suplementado com glucose, 10 gl -1, cloridrato de cisteína, 0,5 gl -1 (VWR International, Estocolmo, Suécia), extrato de levedura, 5 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, EUA) e de cavalo inactivado soro 1% (Fisher Scientific, Göteborg , Suécia). O 50/50 co-cultura (10 6 UFC ml -1) de S. mitis Comprar e A. oris
, no novo caldo BHI suplementado, foi preparado directamente antes de usar. placas de agar e culturas durante a noite foram incubadas em uma jarra de anaerobiose a 37 ° C com CO 2Gen (Oxoid, Malmö, Suécia) para criar uma atmosfera rica em dióxido de carbono (CO 2, 6%) e pobre em oxigênio (O 2, 15%). O soro e as proteínas adicionais quando adicionado ao meio de imitar o fluido do sulco gengival e para formar uma camada de proteína sobre as superfícies de titânio, tal como a película formada sobre superfícies duras orais.
Duração da fase lag bacteriana e adesão inicial of the lag duração da fase (LPD) de S. mitis Comprar e A. oris,
em mono e co-cultura, foi medida. As bactérias foram cultivadas em caldo de BHI suplementado, pH 7,0, a 37 ° C numa atmosfera modificada (CO 2, 6%; O 2 15%), como descrito acima. Sete amostras foram retiradas a intervalos ao longo de um período de 4 horas de incubação. As amostras foram diluídas conforme apropriado e espalhadas em placas de agar para a unidade de formação de colónias de contagem (CFU), após incubação a 37 ° C num frasco anaeróbio, durante dois dias, como descrito acima. O LPD foi determinada pelo ajuste do modelo de Baranyi e Roberts [27] para as curvas de crescimento utilizando o MicroFit gratuito 1,0 (Institute of Food Research, Norwich, Reino Unido).
A adesão inicial de S. mitis
e A . oris,
em mono e co-cultura, após 2,0 horas de incubação a pH 7,0 em atmosfera modificada (cO 2, 6%; S 2 15%) foi medido. discos de titânio esterilizado-etanol, com usinado e anodizado superfície foram colocadas numa placa de microtitulação de 12 poços e incubadas em 2,0 ml de caldo BHI suplementado (pH 7), inoculado com as duas bactérias para uma concentração de 10 6 UFC ml -1 de cada bactéria, em único, bem como em co-cultura. A incubação foi realizada num agitador orbital (80 revoluções por minuto, rpm) a 37 ° C. As medições foram repetidas duas vezes. As condições de incubação Compra de adesão bacteriana
Suplementado caldo BHI com um pH de 5,0, 7,0 ou 9,0 foi inoculada com S. mitis
e A. oris
a uma concentração de 10 6 UFC ml -1 de cada bactéria. discos de titânio maquinados e anodizados foram colocadas numa placa de microtitulação de 12 poços como descrito acima, coberto por 2,0 ml de caldo BHI inoculado de pH diferente e incubados em atmosfera aeróbica ou anaeróbica. A incubação foi realizada a 37 ° C num agitador orbital (80 rpm) durante 2,0 horas. Os experimentos com todas as combinações de pH, atmosfera e superfície foram realizadas pelo menos seis vezes, em ocasiões separadas.
Os valores de pH (5,0 e 9,0) foram escolhidos para representar as flutuações no pH ambiental que ocorrem na boca, dependendo no lugar na placa dentária, a ingestão de alimentos e saúde oral. O pH da saliva varia inteiros 6,75-7,25 [28], e, por conseguinte, pH 7,0 foi usado como referência. O pH do caldo de BHI suplementado foi ajustado com HCl ou NaOH antes da esterilização (a 121 ° C durante 15 minutos) e também analisadas após esterilização para detectar se qualquer desvio do valor especificado tinha ocorrido. Quando armazenado em condições aeróbias durante um mínimo de 24 horas a 5 ° C, o caldo de BHI suplementado, alcançado uma saturação de oxigénio dissolvido de cerca de 80%, que foi utilizado para representar o ambiente aeróbico da margem gengival. O ambiente privado de oxigénio no sulco gengival e placa madura foi simulada pela lavagem do caldo com azoto durante dois minutos directamente antes da utilização, para reduzir a saturação de oxigénio no caldo de 80% para 20%. A incubação foi realizada em um misturador saco selado (VWR International, Estocolmo, Suécia) equipado com uma membrana através da qual o ar foi extraído com uma seringa e substituído por azoto. Isto foi feito a fim de evitar a saturação de oxigénio no caldo a aumentar durante a extensão do experimento. A saturação de oxigénio do caldo BHI foi medida a temperatura ambiente com um medidor de oxigénio (Oxi 340i) equipado com um eléctrodo de oxigénio gasoso (CellOx 325) (ambos da WTW, Weilheim, Alemanha) em três ocasiões separadas, antes da experiência. A saturação de oxigénio do caldo BHI foi encontrada para diminuir para 20% após 1 minuto de lavagem de azoto e não diminuir ainda mais embora corada para até 20 minutos. Assim, um período de 2 minutos, foi escolhida para as experiências.
Enumeração de bactérias aderidas
Após incubação, cada disco de titânio foi lavado em água destilada estéril durante 10 segundos para remover as bactérias não-aderente. O disco foi em seguida colocado num saco de plástico misturador (VWR International, Estocolmo, Suécia) com 42 ml de água estéril peptona tamponada (0,85% de NaCl e 1% de peptona) (Disco Laboratories, Becton Dickinson, Estocolmo, Suécia) e processado em um Stomacher como descrito por Gagnon e Slawson [29] com 500 pancadas por minuto durante 60 segundos, a fim de remover mecanicamente as bactérias aderidas a partir do disco de titânio.
a solução de água de peptona contendo as bactérias isoladas foi diluído 1:10, em espalhar placas de agar de sangue e incubou-se como acima descrito para a contagem de CFU. As colónias formadas pelas duas bactérias diferem na morfologia de colónias, e no que diz respeito ao tamanho, forma e cor para permitir que a CFU das duas bactérias a ser contados separadamente. A quantidade total de bactérias sobre os discos após 2,0 horas de incubação pode ser calculada por contagem de CFU em agar e dividida pela área dos discos expostos às bactérias. Uma vez que o disco foi colocado no fundo de um poço de microtitulação, apenas um pequeno número de bactérias foram encontrados a aderir ao lado de baixo dos (dados de análise de microscopia disco não mostrado na proporção para o topo do lado e extremidades. Com base nisto, o bactérias que aderiam a-lado inferior a foi considerada como não afecta a comparação global, e apenas a superfície superior e o lado do disco foram incluídas no cálculo da área. Embora, a superfície de anodizado tem sido sugerido que têm uma área de 95% maior do que uma superfície plana ideal, [24] considerou-se ser de maior relevância clínica para calcular a área a nível mm, não levando em conta o aumento da área de superfície a nível mm da superfície anodizado devido à superfície estruturada.
técnicas de microscopia
discos de titânio foram incubadas com a co-cultura de bactérias, tal como descrito acima, coradas com 10 ul Live /DEAD® (1% em água destilada estéril) (Molecular Probes, Estocolmo, Suécia) e incubadas no escuro durante 20 minutos. A aderência bacteriana foi analisada por microscopia confocal por varrimento laser (MCVL) com um microscópio invertido (Leica DM IRE2, Leica Microsystems, Manheim, Alemanha) equipado com uma objectiva de imersão de glicerol com uma ampliação de 63 vezes e uma abertura numérica de 1,3. Os fluorocromos indicando células vivas e mortas foram excitado pela luz 488 e 594 nm, respectivamente. A luz emitida foi coletado no comprimento de onda varia 500-554 e 620-660 nm, o antigo (verde), indicando células viáveis e o último (vermelho) células não viáveis. S. mitis Comprar e A. oris
poderia ser visualmente separado por sua diferença de células e colônias de morfologia (cocos e cadeias V.S. vara e aglomerados, respectivamente). As amostras foram preparadas e analisadas em duplicado em duas ocasiões distintas. A resolução de todas as imagens foi de 0,12 uM por pixel.
A quantidade de bactérias aderidas no lado inferior dos discos de titânio depois de 2.0 horas de incubação foi analisado por coloração das superfícies com Live /DEAD® como descrito acima e imagiologia los com um microscópio de fluorescência (Axioskop, a Carl Zeiss, Oberkochen, Alemanha). As superfícies foram fotografadas após stomaching (1 min) para se certificar de que as bactérias aderentes foram removidas de modo satisfatório. Este exame foi realizado em duplicado de cada uma das superfícies, uma incubada a pH 5,0 e a outra a um pH de 7,0, a 37 ° C e em atmosfera modificada (CO 2, 6%; O 2 15%).
a análise estatística
teste de igualdade de variâncias de erro de Levene foi usado para estabelecer que o logaritmo (base 10) do número de bactérias aderidas aos discos de titânio maquinados e anodizado (log CFU mm -2) teve um homogênea variância. Uma vez que esta mostrou ser o caso, de três vias de análise de variância (ANOVA) poderia ser realizado para analisar estatisticamente o efeito de pH 5,0 e 9,0 em comparação com pH 7,0 combinados com atmosfera aeróbia ou anaeróbia com a adesão de S. mitis
e A. oris
em co-cultura para superfícies de titânio usinadas e anodizado. Os efeitos de superfície, o pH e a atmosfera sobre o número de S. mitis aderida
e A. oris
(log UFC mm -1), em co-cultura, foram analisados. teste t de Dunett foi utilizado para comparar o efeito de pH 5,0 e 9,0 em relação ao pH 7,0. Como os outros factores (atmosfera e superfície) só tinha dois níveis, foi necessário nenhum teste post hoc. Toda a análise foi realizada em SPSS Statistics versão 17.0 eo critério de significância estatística foi definido como a = 0,05 (ou seja, comparações render um valor de p menor do que 0,05 são considerados de significância estatística). Os fatores investigados foram encontrados para influenciar a adesão de S. mitis Comprar e A. oris
diferente. No entanto, uma vez que as bactérias eram numa co-cultura, que não podiam ser considerados como independentes um do outro, e nenhuma análise estatística da diferença entre as duas bactérias foi realizada.
Resultados da duração e fase lag bacteriana adesão
a duração da fase de latência A. oris
verificou-se ser de 2,4 horas em ambos os mono e co-cultura (dados não mostrados). O LPD de S. mitis
foi encontrado para ser 3,0 horas em monocultura e 2,8 horas de co-cultura. Após 3-3,5 horas, coincidindo com a fase log de S. mitis
, a fase de retardamento de A. oris
em co-cultura foi encontrado para ser perturbado, com uma diminuição no número de células viáveis como um resultado. Uma vez que o objectivo do estudo foi investigar a adesão bacteriana inicial e não o crescimento na superfície ou a concorrência entre as duas bactérias em co-cultura, um tempo de incubação de 2,0 horas foi escolhida para as experiências. A adesão de
S. mitis
e A. oris,
em co-cultura, incubaram-se durante 2,0 horas sob condições óptimas (pH 7,0, 37 ° C, cO 2: 6%, ó 2: 15 %) foi medido. S. mitis
foi encontrada para aderir às superfícies de titânio usinadas e anodizados em quantidades de 2,3 ± 0,14 e 2,0 ± 0,039 log CFU mm -2, e A. oris
em quantidades de 1,9 ± 0,55 e 1,8 ± 0,26 log UFC mm -2, respectivamente. Desde 2,0 horas de incubação, verificou-se ser suficiente para a aderência de bactérias, as experiências contínuas foram realizadas com o mesmo tempo de incubação, apesar de a um pH e uma atmosfera diferente.
Efeitos dos factores ambientais sobre a adesão bacteriana of the pH ácido de 5.0 foi encontrada para reduzir a aderência de S. mitis
de superfícies de titânio em 50% quando comparado com o pH 7,0 (ver Figura 2), enquanto que o pH não teve efeito sobre a adesão de A. oris
. Além disso, a aderência de bactérias foi encontrado para ser afectada pela incubação a pH 9,0, quando comparado com o pH 7,0. A Figura 2 Efeitos do pH do meio ambiente (5.0, 7.0 e 9.0) e as condições aeróbicas ou anaeróbicas sobre a adesão de S. mitis e A. oris em co-cultura, após incubação 2,0 horas. Estatisticamente significativo menos aderida S. mitis
foi encontrado após incubação a pH 5,0 do que a pH 7,0 e de A. oris
após incubação a ambiente aeróbio em relação ao ambiente anaeróbico.
Figura 2b mostra que a quantidade de A. oris
aderido às duas superfícies de titânio foram encontrados para ser significativamente maior após a incubação em um ambiente anaeróbio do que num ambiente aeróbico. A adesão de S. mitis,
Por outro lado, verificou-se ser afectada pela atmosfera aeróbia, e foi encontrado em quantidades iguais em ambos após incubação anaeróbica e aeróbica ambientes. A quantidade de S. mitis
encontrado na superfície da anodizado era metade do que a encontrada na superfície maquinada (ver Figura 3), que era de significância estatística. A. oris
foi encontrado para aderir em quantidades iguais em ambas as superfícies. Os números exactos para a adesão como afectado por factores principais são apresentados na Tabela 1. A Figura 3 Efeito de propriedades de superfície sobre a adesão de S. mitis e A. oris em co-cultura de titânio depois de 2,0 horas de incubação. Estatisticamente significativo menos aderida S. mitis
foi encontrada na superfície de anodizado do que a superfície de titânio maquinados.
Tabela 1 O número médio de bactérias aderentes (log CFU por 2 mm ± SEM) para o disco de titânio, como por afectada superfície, pH e atmosfera, são apresentados para cada um dos S. mitis e A. oris
superfície
pH
atmosfera
bactérias
Machined Ti
anodizado Ti
5.0
7,0
9,0
Anaerobic
Aerobic
S. mitis
1,55 ± 0,12
0,81 ± 0,07
0,68 ± 0,08
1,39 ± 0,14
1,47 ± 0,13
1,22 ± 0,11
1,14 ± 0,12
p
0,001 *
0,001 *
0,483
A. oris
1,67 ± 0,07
1,81 ± 0,05
1,64 ± 0,08
1,76 ± 0,08
1,84 ± 0,052
1,90 ± 0,05
1,59 ± 0,06
p
0,065
1.106
0,001 *
os discos são incubados com as bactérias em co-cultura no entanto CFU para as duas bactérias são separadas por suas diferenças em morfologia da colônia. O número de UFC como afectado por superfície, o pH e a atmosfera foi analisada com análise de variância e os resultados para os principais factores apresentados nesta tabela. Os valores-p que indicasse diferença significativa estão marcados com *.
Além disso, importantes (e estatisticamente significativas) efeitos de interação foi encontrada entre pH e de superfície. A adesão de S. mitis,
em co-cultura com A. oris
, é reduzida em ambas as superfícies, após incubação a pH 5,0 em comparação com a incubação a pH 7,0. Esta redução é estatisticamente mais significativo para a adesão de titânio usinado de titânio anodizado, que tinha uma baixa adesão de S. mitis
também a um pH de 7, como mostrado na Figura 4a. Além disso, um efeito limítrofe foi encontrado para a interacção entre a atmosfera e a superfície, como mostrado pela Figura 4b. A já baixa quantidade de S. mitis
encontrado na superfície da anodizado foi ainda mais reduzida por incubação em condições aeróbicas, enquanto nenhuma diferença na adesão de titânio maquinada foi encontrado dependente da atmosfera. Figura 4 Interações entre a superfície, pH e atmosfera afeta tha adesão bacteriana. A primeira figura (a) ilustra o efeito do pH e propriedades de superfície sobre a adesão de S. mitis
em co-cultura com A. oris.
A adesão de S. mitis é
menos em ambas as superfícies após incubação a pH 5,0 a 7,0, a redução é estatisticamente significativa no entanto maior para a adesão de titânio usinado de titânio anodizado. A Figura (b) ilustra o efeito das propriedades de superfície e o ambiente aeróbico ou anaeróbico sobre a adesão de S. mitis
em co-cultura com A. oris
. foi encontrado a aderência à superfície anodizado de ser reduzida por incubação aeróbica, enquanto o oposto foi encontrado para a adesão ao titânio usinado, esta diferença é, contudo, não é estatisticamente significativa.
análise de Microscopia
A partir do exame visual do bottom lado dos discos de titânio depois de incubação de 2,0 horas, foi claro que algumas bactérias aderidas a este lado. No entanto, esta quantidade foi pequena em comparação com a que no lado superior, o que explica a exclusão do lado inferior a partir da análise. O mesmo resultado, com um baixo número de bactérias remanescentes, foi encontrado quando se analisa a-lado superior dos discos após stomaching (dados não mostrados). Estes resultados confirmam que 1 minuto de stomaching é suficiente para remover as células aderentes da superfície da anodizado, bem como o maquinada. Além disso, a quantidade restante de bactérias nas superfícies após stomaching foi muito baixa em comparação com o número de bactérias foi removido e, portanto, considerados como não tendo efeito sobre a análise estatística.
CLSM foi realizada para obter informações suplementares sobre a a adesão bacteriana às superfícies e a viabilidade das bactérias aderidas. A. oris
foi frequentemente encontrada como células individuais ou em pequenos grupos, aderindo às ranhuras formadas pelo processo de maquinagem da superfície maquinada; e em torno das estruturas de superfície de anodizado, como pode ser visto na Figura 5. S. mitis
também foi encontrada para aderir as ranhuras da superfície de titânio maquinados (Figura 6a), enquanto que a estrutura da superfície do anodizado parecia obstruir a aderência desta bactéria uma vez que as cadeias foram encontrados frequentemente em parte destacada da superfície (Figura 6b). As superfícies para a esquerda na Figura 5 são de titânio usinadas enquanto as superfícies certas são anodizado titânio. Além disso, as células vivas são visualizadas em células verdes e mortas são vistas em vermelho. Superfícies a-c foram incubadas em atmosfera anaeróbia, a superfície d em atmosfera aeróbia. Superfícies C-D foram incubadas a pH 5. De acordo com os resultados acima descritos, as quantidades mais elevadas de longas cadeias formadas por S. mitis
foram encontrados sobre a superfície maquinada do que na superfície da anodizado, tal como ilustrado pela Figura 5a-b. Quantidades iguais das duas bactérias foram encontrados na superfície maquinada, após incubação anaeróbia a pH 7 (Figura 5a), enquanto que a aderência do S. mitis
a ambas as superfícies foi reduzida por incubação a pH 5, independentemente do ambiente (Figura 5c-d ). Uma alta viabilidade de ambas as bactérias foi observada após incubação a pH 7,0, com apenas poucas células não viáveis nos aglomerados e cadeias. A quantidade de células não viáveis de S. mitis
foi, no entanto, maior após a incubação a pH 5,0 (dados não apresentados) e o mesmo foi encontrado para A. oris
após incubação a ambiente aeróbico (Figura 5D) . Figura 5 confocal imagens de microscopia de varredura a laser de titânio usinado (a, c) e titânio anodizado (b, d) As superfícies incubadas com uma co-cultura de A. oris e S. mitis. As bactérias são rotulados com o Live /DEAD® (Molecular Probes), portanto, de cor verde indica células vivas e cor vermelha indica células mortas. Superfícies A-C foram incubadas anaeróbico e aeróbico d. As duas bactérias foram encontradas em quantidades iguais sobre a superfície de titânio maquinados depois da incubação anaeróbia a pH 7 (a), enquanto que na maior parte A. oris
poderia ser encontrado na superfície da anodizado, após a incubação nas mesmas condições (b). A adesão de S. mitis
a ambas as superfícies foi ainda mais reduzida, após incubação a pH 5, independentemente do ambiente (c, d). foi encontrado o número de células viáveis não (vermelho) de A.oris
ser maior após incubação aeróbica do que anaeróbia (d).
Figura 6 confocal imagens de microscopia de varredura a laser de A. oris (pequenos pontos distintos e grupos, indicados por setas brancas) e S. mitis (cadeias) aderidas a maquinada (a) e anodizado (b) as superfícies de titânio, após incubação aeróbica a pH 7. As bactérias são rotulados com Live /DEAD® (Molecular Probes) a visualização em directo células em células verdes e mortas na leitura. Todos os autores leram e aprovaram o manuscrito final.
