Abstract
Fundo
desbridamento e desinfecção do sistema de canais radiculares é um passo crucial em procedimentos endodônticos. A eficácia da irrigação baseia-se tanto a acção de lavagem mecânica e a capacidade de dissolver o tecido para irrigantes e matar as bactérias. O objetivo do presente estudo é avaliar e comparar a citotoxicidade de QMix ™ solução de irrigação do canal radicular em células-tronco mesenquimais da medula óssea humana imortalizadas (hTERT-MSC-C1) e compará-la com a de hipoclorito de sódio (NaOCl).
Métodos
imortalizadas (hTERT-MSC) foram expostos a QMix ™ e NaOCl. A viabilidade celular foi avaliada por 3- (4, 5-dimetiltiazol-2-il) -2,5-difeniltetrazólio (MTT) e AlamarBlue ensaios. A morfologia das células foi estudada após duas horas de exposição a QMix ™ e NaOCl. microscopia eletrônica de varredura (MEV) análises foram realizadas após períodos de incubação de 2 e 4 horas. Finalmente, etídio laranja brometo /acridina (EB /AO) mancha fluorescente foi aplicada às células nas lâminas de 8 câmaras, depois foram incubadas com os agentes de teste durante 2 horas para detectar células vivas e mortas. As observações foram tabelados e analisados estatisticamente.
Resultados
QMix ™ exposição resultou numa percentagem significativamente mais elevada de viabilidade celular de NaOCl na MTT e AlamarBlue ensaios conduzidos em três pontos de tempo em comparação com o controlo. A análise SEM demonstraram alterações morfológicas mínimas associados com as células que foram expostas à solução QMix ™, com pouco encolhimento e fragmentação da parede celular. A análise ao vivo /morto mostrou que o número de células vivas após exposição a QMix ™ foi semelhante ao do controlo não tratado. Nenhuma estrutura celular pode ser observado com o grupo NaOCl, indicando lise celular.
Conclusão
soluções Tanto o QMix ™ e NaOCl foram tóxicos para MSC de medula óssea humana. Cada solução pode ter induzido a morte celular de uma forma diferente, conforme evidenciado na viabilidade celular, estudos de SEM e fluorescentes. A morte celular mais lento induzido pela QMix ™ pode, portanto, ser menos agressivo e mais aceitável para os tecidos vivos.
Palavras-chave
citotoxicidade de sódio células-tronco mesenquimais QMix ™ Root irrigantes canal material suplementar eletrônico hipoclorito
A versão online deste artigo (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-27) contém material suplementar, que está disponível para usuários autorizados
Fundo
o sucesso da terapia endodôntica depende da erradicação de micróbios do canal radicular. sistema e prevenção subsequente de reinfecção. irrigação do canal radicular tem um papel fundamental no sucesso do tratamento endodôntico. Durante e após a instrumentação, irrigantes facilitar a remoção de microorganismos, restos de tecido, e chips de dentina do canal radicular por meio de um mecanismo de descarga [1, 2].
Uma solução irrigante de canal ideal deve ser não tóxico, com um amplo espectro antimicrobiano e a capacidade de dissolver o tecido necrótico de celulose, endotoxinas de inactivação, e ou evitar a formação de uma camada de manchas ou dissolvê-lo [3, 4]. Atualmente, há uma solução única é capaz de atingir essas metas, e combinou o uso concomitante ou sequencial de duas ou mais substâncias irrigantes é, portanto, necessário [5]. hipoclorito de sódio (NaOCl) e digluconato de clorexidina (CHX) são dois agentes antibacterianos comuns utilizados como irrigantes endodônticos [5-7].
Atualmente, hipoclorito de sódio (NaOCl) (0,5-6,15%) e EDTA (15-17% ) são os dois irrigantes intracanal mais comumente utilizados [5, 8]. Apesar de hipoclorito de sódio tem a maioria das propriedades desejáveis, mas também pode produzir citotoxicidade e reacções inflamatórias graves [9, 10]. ácido etilenodiaminotetra-acético (EDTA) é eficaz para a remoção do componente inorgânico da camada de esfregaço [11].
No entanto, devido a resultados indesejáveis, uma combinação destas soluções irrigantes não é aconselhável [12-15]. Assim, o uso sequencial de EDTA, CHX e NaOCl tem sido defendida por muitos pesquisadores para produzir os melhores resultados de irrigação do canal radicular [16-18]. É imperativo que os irrigantes endodônticos não deve dificultar o processo de cicatrização da região apical. A biocompatibilidade destes materiais é importante, à medida que entram em contacto com os tecidos peri-radiculares.
QMix ™ é uma solução de 2-em-1, que contém um agente antimicrobiano bisbiguanide (2% de CHX) e um ácido poliaminocarboxílico cálcio-quelante agente (17% de EDTA) [19]. QMix ™ verificou-se ser eficaz em remover a camada de manchas, e também tem propriedades anti-microbianas substanciais [19-22]. No entanto, os dados sobre a citotoxicidade do presente agente não estão disponíveis. Assim, o presente estudo foi realizado para avaliar e comparar a citotoxicidade da solução de irrigação QMix ™ em células imortalizadas óssea humana tronco mesenquimais da medula (hTERT-MSC-C1), utilizando ensaios de viabilidade celular, a avaliação da morfologia celular e microscopia de luz de fluorescência; 5,2% NaOCl foi usado para comparação.
Methods of the estudo foi aprovado pelo conselho de revisão Departamental da Faculdade de Odontologia Research Centre, Universidade King Saud, Riyadh.
Soluções de teste
QMix ™ 2-in -1 (Dentsply Tulsa Dental, OK, EUA) e 5,25% de NaOCl (Clorox Co., Oakland, CA, EUA) foram utilizados neste estudo.
cultura celular
células estaminais mesenquimais da medula óssea humanas imortalizadas (hTERT- MSC-C1), na posição 25
th passagem, foram utilizados para todas as experiências neste estudo. O protocolo de Simbula et ai. [23] foi usado neste estudo, com algumas modificações. As células-tronco mesenquimais da medula óssea humana foram fornecidos pelo Professor Moustapha Kassem no Hospital Universitário de Odense, na Dinamarca [24]. As células criopreservadas foram descongeladas rapidamente, transferida para um T-75 balão (BD Falcon ™, NJ, EUA) e cultivadas em meio modificado por Dulbecco de Eagle (Gibco®), o qual foi suplementado com glutamina (Gibco®), 1% de penicilina-estreptomicina (Gibco®), soro bovino fetal a 10% (FBS Gibco®) e aminoácidos não essenciais a 1% (HyClone®), em uma atmosfera humidificada de 5% de CO 2/95% O 2 em 37 ° C. A 70% de confluência, o meio foi aspirado, e as células foram lavadas com solução salina tamponada com fosfato. Três mililitros de pré-aquecida de 0,05% de tripsina /EDTA (Gibco®) foi adicionado ao frasco e as células foram incubadas durante 1 minuto. Depois de toque suave, desprendimento de células foi verificado com um microscópio de luz invertida (Observador A1, Zeiss, Gottingen, Alemanha), e 12 ml de meio de cultura foi, em seguida, adicionada ao frasco para neutralizar o efeito enzimática da tripsina. Para contagem de células, duas amostras (10 ul) foram tomadas a partir da suspensão de células depois de mistura adequado. As amostras foram colocadas nas câmaras superior e inferior de uma câmara de hemocitómetro de contagem Neubauer (Paul Marienfeld GmbH & amp; Co. KG, Lauda-Königshofen, Alemanha), e as células foram contadas manualmente sob um microscópio invertido (ampliação de 10X). As células foram semeadas em placas diferentes e lâminas, como discutido a seguir, para cada parte do estudo. Todos os procedimentos foram realizados sob uma classe II capela de fluxo laminar (LabGard ES 425 Biológica Gabinete de Segurança, NuAire®).
Ensaio de viabilidade celular MTT
As células foram semeadas em placas de 96 poços (, fundo plano claro, poliestireno TC- tratada microplacas de 96 poços) a uma concentração de 1 × 10 4 células /poço e foram então incubadas durante 24 horas para permitir a aderência das células ao fundo dos poços. Os meios de cultura foram então aspirado de cada poço e substituído por 150 ul de solução estéril (QMix ™ ou NaOCl). Oito cavidades foram usadas como réplicas para cada grupo
Cada subgrupo foi incubada durante os seguintes períodos:. 2, 4, ou 24 horas. Em seguida, 10 uL do reagente MTT (Cayman Chemical Company, Ann Arbor, MI, EUA) foi adicionado a cada poço. Depois disso, as placas de 96 poços foram incubadas durante mais 3 horas a 37 ° C. Finalmente, a solução em cada poço foi aspirado e 150 ul de agente de dissolução foi adicionada para dissolver o precipitado de formazano. A absorvância de cada amostra foi medida com um leitor de microplacas (Epoch Microplate Spectrophotometer, BioTek®) a um comprimento de onda de 570 nm. Os dados foram coletados utilizando Gen5 Software de Análise de Dados (BioTek®, EUA). A experiência foi repetida duas vezes para cada grupo em cada intervalo.
Ensaio AlamarBlue (AB) a viabilidade celular
Os mesmos grupos que foram utilizados para o ensaio de MTT (mencionado acima) foram utilizados para o ensaio de CA com os mesmos intervalos. Os agentes de teste foram adicionados a cada poço. Após períodos de incubação de 2, 4, e 24 horas, 10% de reagente de AB (Serotec®, Oxford, Reino Unido) foi adicionado a cada poço. Depois as placas foram ainda incubadas durante 4 horas, a fluorescência de cada poço foi medida nos comprimentos de onda de 530/25 e 590/35 nm de excitação /emissão utilizando um leitor de fluorescência (BioTek®). Os dados foram coletados usando o software de análise de dados Gen5 (BioTek®, EUA). A experiência foi repetida duas vezes para cada grupo em cada intervalo.
Avaliação morfologia celular
morfologia celular foi avaliada com o SEM após 2 e 4 horas de exposição às soluções teste. Resumidamente, 8 × 10 4 células /poço foram semeadas em lâminas de vidro de cobertura (1 × 1,5 cm) em placas de 6 poços (CellStar®, Carrollton, TX) durante a noite. No dia seguinte, as células foram expostas a soluções de teste. Dois mililitros de cada solução de irrigação esterilizada foi adicionada às lâminas em cada poço. células não tratadas de controlo foram mantidas em meio de cultura. Imediatamente depois de as soluções de teste foram adicionados, as células foram examinadas sob um LM invertido (ampliação de 10x). No final dos períodos de incubação (2 e 4 horas), as soluções em cada poço foi aspirado. As lâminas foram lavadas com PBS e foram então fixadas com glutaraldeído a 2,5% em tampão de cacodilato de Na 0,1 M (pH 7,2) à temperatura ambiente. Em seguida, as amostras foram lavadas com tampão de cacodilato de sódio 0,1 M (pH 7,2).
Após a fixação, as amostras foram tratadas com 1% de tetróxido de ósmio durante 1 hora. Em seguida, elas foram lavadas com água destilada e desidratados utilizando álcool etílico graduada, em concentrações de 50%, 70%, 80%, 90% (5 minutos cada), 95% (duas vezes, 15 minutos cada), e, finalmente, 100% álcool absoluto (duas vezes, 30 minutos cada). Os espécimes foram secos usando um secador de ponto crítico com CO 2 (Sadri-PVT-3B). As lâminas foram montadas em bases de cobre com fita adesiva dupla e foram, em seguida, ouro descarga eléctrica revestidos até uma espessura de 5-7 um. Os espécimes foram então observadas e fotografadas usando um JSM-6360 microscópio eletrônico de varredura LV.
Dois avaliadores avaliaram as fotomicrografias. A morfologia das células foi descrito de acordo com os seguintes critérios: a forma da célula (normal ou anormal em comparação com o controlo), fixação ao subsolo, a ligação a outras células, extensões de superfície citoplasmáticas (blebs ou microvilosidades), e integridade da parede celular. Arredondamento das células, a presença de bolhas ou desprendimento de células indicou uma maior lesão da célula [25, 26].
Análise vivo /morto
Duas soluções foram seleccionadas para a análise ao vivo /morto. Um meio de Eagle modificado (MEM), sem vermelho de fenol (Gibco®, Gaithersburg, MD) foi usado para esta experiência. Resumidamente, as células foram semeadas em três lâminas de 8 câmaras (Lab-Tek®) a uma concentração de 1,5 × 10 4 células /poço e foram então incubadas durante 24 horas para permitir a adesão celular a ocorrer. O meio de cultura em cada poço foi substituído por 300 ul de cada solução e, em seguida, incubadas durante 2 horas. Finalmente, 10 ul de EB /AO corante fluorescente foi adicionado a cada câmara, e a fluorescência das células foi analisado sob um microscópio de fluorescência invertido (eclipse Ti, Nikon, Tokyo, Japão), com ampliação de 10x. As imagens foram capturadas com software de imagem (NIS-Elements, Nikon, Tokyo, Japan). O corante fluorescente EB /AO foi preparada por mistura de laranja de acridina de 15 mg com 50 mg de brometo de etídio em pó que foi primeiro dissolvido em 1 ml de etanol a 95% e em seguida diluído em 49 ml de água destilada (dH 2O).
as imagens foram avaliadas por dois avaliadores de acordo com os critérios descritos anteriormente. Sob o filtro verde, um núcleo verde intacto, o que é comparável com o controlo, indica uma célula viável, enquanto que um núcleo fragmentada verde indica apoptose precoce. Um núcleo vermelho indica uma parede de célula de ruptura, enquanto que um núcleo intacto vermelho indica necrose, e um núcleo vermelho indica fragmentada tarde apoptose sob o filtro vermelho [27, 28].
Dados e análise estatística
Os resultados do MTT e ensaios de alamarBlue foram calculados como percentagens em relação ao controlo (100% = sem toxicidade). Os dados foram analisados usando SPSS Pc + versão 21,0 software estatístico. estatística descritiva (média e desvio padrão) foram usados para descrever variáveis de resultados contínuos. t de Student
-teste para amostras independentes foi utilizado para comparar os valores médios dos dois grupos. Uma análise de uma via da variância, seguida por um teste de comparação múltipla de Tukey, foi utilizado para comparar os valores médios dos três grupos. Um valor de p & lt; = 0,05 foi considerado estatisticamente significativo.
Resultados
MTT
O ensaio de MTT foi realizado em três grupos (grupo QMix ™, grupo NaOCl, e do grupo de controle) com culta hTERT-MSC em placas de 96 poços . Cada grupo foi incubada durante 2, 4 e 24 horas. A viabilidade das células para cada grupo é apresentado como percentagem do grupo de controlo em cada ponto de tempo. A percentagem de viabilidade celular de cada solução é ilustrada na Figura 1. Quando as células foram expostas a soluções de 2, 4 e 24 horas, a viabilidade celular diminuiu com o tempo. A viabilidade das células expostas NaOCl foi significativamente menor do que a das células expostas a QMix ™ em todos os intervalos de tempo (P & lt; 0,05). Figura 1 A percentagem de viabilidade celular para soluções de NaOCl e QMix aos 2, 4 e 24 horas após a exposição utilizando o ensaio MTT. ensaio
AlamarBlue
O ensaio AB foi realizada para o QMix ™, NaOCl e Controle grupos usando cultivadas hTERT-MSC em placas de 96 poços. A viabilidade das células para cada grupo é apresentado como a percentagem do grupo de controlo. A percentagem de viabilidade celular de cada solução é ilustrada na Figura 2. Quando as células foram incubadas durante 2 ou 4 horas, a viabilidade celular do grupo de NaOCl foi significativamente menor do que a do grupo QMix ™ (P & lt; 0,05). Figura 2 A viabilidade celular de soluções tanto NaOCl e QMix ™ usando ensaio alamarBlue aos 2, 4 e 24 horas de exposição. A morfologia celular
células de controlo negativo não tratados apresentaram formas variáveis, incluindo romboide, triangular, formas ovais e do fuso, tal como ilustrado por LM microscopia de luz (Figura 3) As células foram fixadas umas às outras e ao substrato. A parede celular apareceu lisa e intacta, com algumas extensões microvilosidades e de superfície. De acordo com a investigação LM, o efeito tóxico das soluções de ensaio foi evidente imediatamente após a sua aplicação para os MSC de medula óssea humana cultivadas, e a morfologia celular normal foi alterada de forma diferente em cada grupo (Figura 3). Uma concentração alta (0,5 mg /ml) de hipoclorito de sódio provocou a vacuolização do citoplasma (Figura 3B), ao passo que QMix ™ na mesma concentração produziu poucas alterações na parede da célula e sem vacuolização (Figura 3C). Figura 3 de medula óssea hTERT-MSC humanas sob LM invertida após a adição de agentes de teste (X10). A- células não tratadas, b - células expostas a (0,5) solução Qmix ™ (a forma da célula foi mantida com poucas alterações), as células expostas a C- (0,5) NaOCl; vacuolização era evidente no citoplasma.
De acordo com a análise de SEM, o número de células diminuiu em relação ao controle após uma exposição de 2 horas a 0,5 mg /ml de NaOCl. As restantes células eram menores, com uma forma semelhante a rosca ou redonda (Figura 4). As células se separou do subsolo, e anexos célula-célula foram perdidos. Foram observadas lisossomais secreções emergentes a partir da célula, e o núcleo foi extrudida através da parede celular rompida. A Figura 4 de medula óssea hTERT-MSC humanas expostas durante 2 horas para QMix e NaOCl. A - QMix ™ (x100), B - QMix ™ (x1000), C - NaOCl (x100, observe a rodada ou como fio, forma das células remanescentes), D- NaOCl (x1000, a parede celular rompido eo núcleo extrudido ).
Após uma exposição de 2 horas a QMix ™, o número de células e a forma da célula foram semelhantes aos do controlo, excepto quanto à presença de um esboço de células mal definidas. No entanto, as células foram ainda ligado a células adjacentes e para o substrato (Figura 4). Em algumas áreas, foram observados os restos de processos celulares. A principal alteração dramática na morfologia das células era na parede da célula, que tinha uma aparência do tipo de rede (Figura 4B), indicando desintegração. Após 4 horas, a alteração da morfologia celular foi mais significativa: o aparecimento do tipo de rede das células tornou-se mais intensa, com uma forma mal definida e um esboço de desvanecimento, e foram observados anexos quebrados célula-a-célula. No entanto, a fixação ao substrato foi mantida por algumas células (Figura 5). Figura 5 medula óssea hTERT-MSC humanas expostas durante 4 horas para QMix ™ e NaOCl. A- QMix ™ (x100), B-QMix ™ (x1000), C - NaOCl (x100), D- NaOCl (x1000)
análise Live /mortos com coloração EB /AO
hTERT medula óssea humanas cultivadas. -MSCs foram expostos a 0,5 mg /ml de QMix ™ e hipoclorito de sódio por 2 horas. A mancha EB /AO foi aplicada às células, as quais foram então examinadas sob um microscópio de fluorescência invertido. As imagens para cada grupo exibir as células vivas em células verdes e mortas em vermelho. As células não tratadas tinham núcleos, bem definidas, que estavam intactas verde sob o filtro verde, como mostrado na Figura 6A. Sob o filtro vermelho, apenas a superfície da célula mostrou fluorescência vermelha, não do núcleo, o que indicou uma parede celular intacta (Figura 6B). Quando as células foram expostas a QMix ™, o número de células foi semelhante ao do grupo de controlo, e os núcleos estavam verdes, o que foi semelhante para a aparência das células de controlo. A única diferença era que algumas destas células tinha cromatina condensada, que foi evidente sob o filtro vermelho (Figura 6C, D). Quando as células foram expostas ao NaOCl, não há estruturas celulares, tais como o núcleo ou membrana celular, foram observadas; lise celular foi evidente, e o material remanescente foi positivo tanto para a fluorescência verde e vermelha (Figura 6E, F). Figura 6 Vivo /análise mortos medula óssea humana hTERT-MSC sob um microscópio de fluorescência (X10). 6A, 6B - células não tratadas com o filtro verde, o núcleo parece intacto, o que indica uma célula viável. 6B-vermelha com o filtro, o núcleo parecia escura, e apenas a superfície externa das células estava vermelha, indicando que a parede celular intacta. 6C, 6D- tratado com QMix ™ sob um microscópio de fluorescência (X10), 6E, 6F- tratada com hipoclorito de sódio sob um microscópio de fluorescência (X10).
Discussão
Esta in vitro
estudo foi realizado para avaliar a citotoxicidade da solução de irrigação QMix ™ no MSC de medula óssea humana. MSC têm sido sugeridas como um bom modelo para testes toxicológicos [29]. As MSCs que foram utilizados neste estudo foram imortalizadas pela expressão ectópica de telomerase humana transcriptase (H-terc), que aumentou o tempo de vida das células [24] e mantidas as suas propriedades como tronco-[30] reverso. Estudos anteriores relataram que as células imortalizadas pode ser utilizado como um modelo de teste para materiais dentários [31].
As observações efectuadas durante o estudo mostrou que ambas as soluções (QMix ™ e NaOCl) são tóxicos para os MSC de medula óssea humana e causar danos celulares . Isto é consistente com os resultados de estudos anteriores que relataram sobre a toxicidade de NaOCl [23, 32, 33]. toxicidade de NaOCl pode ser atribuído ao seu pH elevado (acção de iões hidroxilo), o que interfere com a integridade da membrana citoplasmática [34]. Além disso, nossos resultados estão de acordo com as de um in vivo
estudo anterior, que constatou que QMix ™ é tóxico e pode induzir uma resposta inflamatória [35]. CHX é um agente tóxico que se liga a membrana plasmática da célula e aumenta a sua permeabilidade, permitindo o vazamento de enzimas lisossomais [36]. EDTA, que é o segundo componente QMix ™, também é conhecido por ser citotóxico, talvez devido ao seu efeito quelante e a queda acentuada do pH que faz com que [11].
Viabilidade celular diminuiu significativamente quando as células foram expostas ao NaOCl para todos os períodos de tempo analisados. A viabilidade celular diminuiu significativamente após terem sido expostos à solução QMix ™ durante 2 ou 4 horas. Além disso, após 24 horas, a viabilidade celular foi significativamente diminuída em comparação com 2 e 4 horas de exposição. Estes resultados mostram que o efeito tóxico de um agente aumenta gradualmente com o tempo. Esta observação está de acordo com os de estudos anteriores, confirmando que a toxicidade é dependente do tempo [37]. Em contraste, os resultados do ensaio MTT mostrou um decréscimo significativo na viabilidade celular das células que foram expostas a NaOCl em todos os períodos de tempo analisados. Em comparação com células ™ -exposed QMix, NaOCl a diminuição da viabilidade às 2 e 4 horas.
Estudos anteriores relataram que o ensaio AB é um pouco mais sensível do que o ensaio de MTT. No entanto, ambos os ensaios dependem de metabolismo enzimático, o qual pode ser inibida ou induzida pelo agente de teste, produzindo assim um resultado falso positivo ou falso-negativo. Portanto, a interpretação cuidadosa dos resultados é sempre recomendável [38]. As nossas observações sugerem que o ensaio de AB é uma escolha melhor para testes de viabilidade de células, porque é fácil de executar, mais consistente do que o ensaio de MTT, e recomendado pelos estudos anteriores [38, 39]. No entanto, é sempre recomendável usar mais de um ensaio para avaliar a citotoxicidade. Portanto, estudos anteriores, que se baseou unicamente no ensaio MTT deve ser reavaliada e interpretados com cautela.
Investigações morfológicas microscópicas são necessários para confirmar toxicidade celular [40]. Isto é porque uma célula pode sofrer alterações tóxicas, tais como descolamento, continuando mesmo assim a metabolizar MTT em formazano, resultando em mais de uma estimativa da viabilidade celular no ensaio MTT em comparação com o ensaio AB [38]. Por conseguinte, as características morfológicas celulares foram investigados para ambas as soluções.
Células que foram expostas a QMix ™ apresentado menos alterações morfológicas. Esta observação está de acordo com Faria et al., Que relataram que concentrações mais elevadas de CHX iria conservar a forma das células L929 [41], devido ao seu efeito de fixação das células [42].
As imagens de MEV para o grupo QMix ™ mostrou retração citoplasmática com paredes celulares parcialmente fragmentados, mas intactas. Estas características são típicas da apoptose, como relatado anteriormente [40]. Além disso, a coloração EB /AO mostrou brilhantes núcleos fragmentados verdes, indicando apoptose precoce [27]. As células expostas a NaOCl teve retração citoplasmática ou ruptura de membranas, que são características típicas de necrose [43]. A coloração EB /AO do grupo NaOCl exibida vermelho e verde, o que reflecte o material restante que pode ser o resultado de lise de células, e nenhuma estrutura celular podia ser observado. A análise global destes resultados sugere que as células nos grupos QMix ™ estão nas fases iniciais de apoptose, mas ainda não são mortos, em contraste com o grupo de NaOCl. Ambos NaOCl e QMix ™ são citotóxicos; No entanto, parece que o seu modo de morte celular difere, como resultado das suas diferentes composições. De acordo com Galluzzi et al. [44], a morte das células podem ser classificados em quatro tipos diferentes, com base nas características morfológicas das células moribundas: apoptose (Tipo 1), autofagia (Tipo 2), necrose (oncose, Tipo 3), e a catástrofe mitótica. Cada modo de morte celular tem sua própria função; necrose induz uma resposta inflamatória quando for necessário, enquanto que as células apoptóticas in vivo
são rapidamente fagocitados sem induzir uma resposta inflamatória, o que é considerado um mecanismo para evitar a activação imunitária. De acordo com os nossos resultados, este modo de morte celular pode ser associado com uma elevada concentração de exposição a hipoclorito de sódio.
A apoptose é uma forma activa de morte celular conhecido como morte celular programada, e que é caracterizada por encolhimento celular e condensação da cromatina nuclear seguido por fragmentação nuclear, com o aspecto morfológico normal dos organelos citoplasmáticos e a manutenção de uma membrana plasmática intacta [44]. De acordo com nossos resultados, este modo de morte celular pode estar associada com a exposição QMix ™. No entanto mais marcadores, tais como detecção de caspases, substratos clivados, reguladores e inibidores são necessárias para justificar esta modalidade de morte celular especulado com QMix ™ [45]. A morte celular por apoptose é conhecido por ocorrer por duas vias principais: a via extrínseca que envolve receptores de morte, e uma via intrínseca que é modulada por membros da família Bcl-2 [46], que consiste de componentes da membrana mitocondrial externa [47] . Portanto, as mitocôndrias são organelos considerada chave nas vias de morte celular para além da sua actividade metabólica normal, [48, 49]. No entanto, estas proteínas também podem funcionar em algumas vias metabólicas normais. Assim, as investigações da actividade mitocondrial metabólica, tais como o ensaio de MTT, deve considerar estas sobreposições potenciais entre a actividade de células pré-apoptótica e metabolismo celular normal [40]. Esta sobreposição poderia explicar os resultados contraditórios dos ensaios AB e MTT.
In vitro
citotoxicidade investigações informou que CHX teve maior toxicidade em culturas de células de hipoclorito de sódio [33, 41]. No entanto, in vivo
estudos sugerem que CHX ou QMix ™ é menos agressivo do que NaOCl [35, 50]. Essa diferença pode ser atribuída ao sediar os mecanismos de defesa que operam no ambiente in vivo
Nossa in vitro
estudo tem as seguintes limitações:. Foi realizado em células cultivadas, e os resultados representam apenas a resposta do estas células de forma isolada, sem levar em conta os mecanismos de defesa do hospedeiro para a desintoxicação. Além disso, num cenário clínico, as soluções são sempre entregues a canais radiculares, que estão rodeados por dentina, e são, então, extrudido para a área periapical. Estudos anteriores relataram que o efeito citotóxico do irrigantes pode ser neutralizada por dentina [33, 51]. Nós colocamos as soluções diretamente sobre as células, e não foram feitas tentativas para entregar essas soluções através de canais radiculares para imitar o cenário clínico.
Conclusões
Dentro das limitações deste estudo, pode-se concluir que tanto o NaOCl e soluções QMix ™ são tóxicos para os MSC de medula óssea humana. A solução QMix ™, que induz a morte celular lenta, parece ser mais biocompatível do que a solução de hipoclorito de sódio. processos apresentados originais Assim, com base nestas observações, pode-se concluir que o QMix ™ é um irrigante canal radicular relativamente seguro em comparação com NaOCl.
Declarações
dos autores para imagens
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os autores declaram que não têm interesses conflitantes.
autores' contribuições
AK, SMA, AM e MAE realizou o estudo, procedimentos e avaliação laboratorial dos resultados. SA, AK e AMA envolvido no desenvolvimento do conceito, desenho do estudo, a revisão do manuscrito e análise estatística. Todos os autores leram e aprovaram o manuscrito final.
